脑出血病理生理机制研究新进展
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不悔论文网 [ 2003-8-12 ] 作者：方琪 许丽… 编辑：buhui
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[关键词] 脑出血；病理生理；脑水肿；凝血酶
摘要 脑出血病理生理机制是近年来研究的热点。既往认为，活动性脑出血是一次
性的，脑出血后血肿压迫微循环是引起脑组织损害的主要因素。但目前多数学者认
为，脑出血患者于发病后有继续出血现象，这种现象可导致早期病情恶化。脑出血
后血肿分解释放多种活性物质对脑组织具有损害作用，可表现为局部脑血流和代谢
的变化、脑水肿、血脑屏障的损害及对脑细胞的毒性损伤等诸多方面。
脑出血的发生率、死亡率和致残率均较高，目前临床上除运用传统脱水药外，治疗
手段较少。人们希望通过对脑出血病理生理机制的进一步研究为临床治疗提供新的
依据和方法。本文就脑出血后脑内血肿病理的重新认识，尤其是局部脑血流的变化
、脑水肿、血脑屏障的改变和脑细胞的毒性损伤等方面作一综述。
1 对脑内血肿病理作用的重新认识
既往认为，活动性脑出血多是一次性的，很少持续1 h以上，现在发现起病1 h后出
血仍可持续。Brott等[1]报道，至少有38%患者的血肿在脑出血后24 h内有扩大，
其中多数出现在3~4 h。少数病后2~14 d内病情加重者也系血肿扩大所致[2]。因此
，脑出血发病后仍有继续出血现象，血肿扩大多与病情，尤其是早期病情加重有关
[3]。血肿继续扩大多发生于以下情况：(1)年龄较轻；(2)病变部位较深，如丘脑
、壳核和脑干；(3)高血压未能得到有效控制；(4)急骤过度脱水治疗；(5)病前服
用阿司匹林或其他抗血小板药；(6)血肿不规则。既往认为，源于脑内血肿的脑损
伤是血肿本身压迫周围脑组织的微循环，产生血肿周围区域的脑缺血和水肿所致。
但目前认为，除血肿本身的占位性损害外，尚有周围脑组织血液循环障碍、代谢紊
乱(如酸中毒)、血管运动麻痹、血脑屏障受损和血液分解产物释放多种生物活性物
质对脑组织的损害。有学者用50 μl微气囊充胀模型研究了单独占位效应引起的缺
血性改变，发现远隔区缺血性损伤明显轻于注入同等血量的脑出血模型，说明血液
分解释放的多种活性物质对脑组织有损害作用。
2 局部脑血流的变化
实验研究发现，出血后血肿周围组织的血流可出现短暂下降，其下降程度与血肿大
小呈正相关。在出血量相同的情况下，随着时间的延长局部脑血流(rCBF)一般也逐
渐下降。脑出血后虽存在缺血，但梗死的出现取决于缺血程度和持续时间。实验表
明，猴脑血流下降至10~12 ml/(100 g·min)达2~3 h才出现梗死，而血流量在25
ml/(100 g·min)时，即使持续较长时间也不会出现梗死[3]，而脑出血后脑血流的
改变均在缺血性损害的阈值15~20 ml/(100 g·min)以上，并且4 h内均已恢复正常
。因此，脑出血后局部组织缺血的程度和时间均不足以导致缺血损害。
3 脑水肿
既往认为，脑出血后血肿压迫微循环可引起周围组织缺血，在脑出血后水肿的产生
中起主要作用。近年来的研究更多地集中在脑出血后局部血肿在脑水肿形成中的作
用，血肿释放的某些活性物质或血液本身的成分可能是脑水肿产生的物质基础。研
究发现，大鼠脑内分别注入全血和阳性脑脊液后，前者产生的水肿更为显著，表明
脑出血后脑水肿与血肿本身的关系更为密切。
3.1 凝血酶
近年来，在脑出血后脑水肿形成的机制研究中，凝血酶成为人们最为关注的一个焦
点。凝血酶可诱发脑水肿形成，凝血酶抑制剂则可阻止凝血酶诱发的脑水肿形成，
因此，凝血酶被认为是脑出血后脑水肿形成中较为重要的物质[4-6]。1996年，Ke
vin在动物实验中发现，将全血或加入凝血酶原复合物的血浆注入大鼠基底节区可
诱发脑水肿，而将同样未凝血的血浆或凝血后产生的血清注入大鼠脑内却未能诱发
脑水肿。另一方面，如果在全血中加入特异性的凝血酶抑制剂水蛭素，进行同样的
实验，则脑水肿亦不会出现。因此，Kevin认为，凝血酶在脑出血后脑水肿的形成
中起重要作用[5]。同一年，Lee等用类似方法证实，另一种凝血酶抑制剂α-NAPA
P可减轻脑内血肿边缘脑水肿，而α-NAPAP并不能改变血凝块的实际容积，这表明
凝血酶本身的化学刺激作用大于血凝块的机械压迫作用。Kevin在1997年的研究中
发现，脑组织中注入凝血酶后可破坏血脑屏障。他的实验还表明，通常脑出血的血
凝块所产生的凝血酶能够破坏脑细胞。上述结果表明，凝血酶对神经细胞的毒性作
用和对血脑屏障的破坏可能是脑出血后脑水肿形成的重要机制之一。研究表明，脑
和脊髓组织中含有大量的凝血酶结合位点，低浓度凝血酶对脑细胞具有保护作用，
而高浓度凝血酶则会损伤脑细胞[7]，Xi等[8]在1999年的实验中发现，低浓度凝血
酶对神经细胞有保护作用，小剂量凝血酶预处理可减轻大剂量凝血酶注入大鼠尾状
核后产生的脑水肿，这种作用可能与热休克蛋白27(HSP27)的表达有关。由此可见
，凝血酶本身和凝血过程中产生的一系列物质是引起脑出血早期脑水肿的重要因素
。临床资料表明，脑出血后血凝块释放凝血酶的时间大约持续2周左右，与脑出血
后脑水肿持续的时间相符，也表明凝血酶是引起脑出血后脑水肿形成的主要原因。
水蛭素是凝血酶的特异性抑制剂，理论上可用于临床治疗。目前水蛭素肽Ⅰ已进入
了临床试验阶段。
3.2 血红蛋白
近年来的研究表明，脑内注入浓缩血细胞或红细胞并不能产生显著的水肿。1998年
，Xi等[9]用动物实验研究了红细胞对自发性脑出血后脑水肿形成的影响。他们分
别将全血、压积红细胞、溶解红细胞、鼠血红蛋白和凝血酶注入大鼠右侧基底节，
然后将大鼠在不同时间处死，检测脑组织水分和盐离子含量，结果发现，注射溶解
红细胞后24 h产生明显脑水肿，而注入血红蛋白可以模拟这种脑水肿的形成，注入
凝血酶后24~48 h出现脑水肿的高峰期，注入压积红细胞3 d后才引起脑组织水含量
增高[10]。因此，在脑出血后脑水肿形成的中、晚期，红细胞的内容物，如血红蛋
白和ADP等起重要作用。
3.3 血浆蛋白
1996年，Wagner等[11]观察到，猪脑叶出血后1 h，血肿周围脑水分含量高于对侧
10%，血肿周围区域血清蛋白免疫活性很强，此时血管内的Evans蓝尚未进入脑组织
，提示血脑屏障完整。这一结果表明，来源于血肿的血浆蛋白，聚积于血肿周围白
质并迅速引起了脑出血后脑水肿。
3.4 其他影响因素
1998年，Winking等[12]连续观察了12例脑出血后手术治疗的患者和5例保守治疗的
患者，检测治疗前、后尿中半胱氨酸白细胞三烯(cys-LT)的代谢产物发现，cys-L
T含量与血肿周围脑组织水含量显著相关(P<0.01)，治疗结束后，手术治疗组尿中
白细胞三烯水平低于保守治疗组(P<0.05)，因此认为cys-LT可能是加剧脑出血后脑
水肿的一个因素。1998年，Mayer等[13]用SPECT观察脑出血急性期血肿边缘脑血流
的变化发现，水肿形成早期脑血流较低，但在72 h内即恢复正常，而最初血肿边缘
缺血再灌注的范围影响了脑水肿的程度。这提示，血肿边缘缺血的高峰期是出血后
的早期，而再灌注损伤是血肿边缘水肿形成的发病机制之一。
4 对血脑屏障的影响
血肿形成24 h后，同侧大脑半球血脑屏障的渗透性明显增高[14]。正常动物注入凝
血酶可产生程度相同的血脑屏障破坏，提示凝血酶在血脑屏障破坏中起直接作用。
血脑屏障渗透性的明显增高，可使脑水肿液明显增多，加重脑水肿。对单个内皮细
胞的超微结构研究提示，凝血酶以剂量依赖方式增高通透性[15]。来源于不同组织
的内皮细胞对凝血酶的反应不同，极低浓度的凝血酶即可使脑内皮细胞的形态学发
生明显改变[16]。凝血酶破坏血脑屏障的确切机制尚不清楚，最近的研究显示脑血
管内皮细胞缺乏密集的凝血酶受体，因此可能与受体介导的途径无明显关系[17]。
此外，脑出血后4 h即可出现脑水肿，而此时血脑屏障的破坏尚不明显，因此，脑
出血后早期脑水肿的形成与凝血酶对血脑屏障完整性的影响无关。
5 对脑细胞的毒性损伤
大鼠尾状核注血后10 min，尾状核rCBF下降，3 h后rCBF恢复至接近正常，甚至轻
微过度灌注，而此时病理检查发现仍存在缺血性损伤的形态学改变。Matz等[18]研
究rCBF与病理改变的关系证实，脑缺血性损伤的形态学改变并不因rCBF的恢复而好
转，因此，脑出血后血肿周围的脑细胞损伤可能与血液成分有关。研究证实，脑损
伤是脑血流量和脑代谢率降低的共同结果，两个参数中任何一个紊乱均会导致脑损
伤。凝血酶的直接毒性在出血量为50 ml左右的脑血肿中，主要表现为通过影响代
谢而不是使血流下降引起细胞损伤。最近，Vaughan等[19]证明，小剂量凝血酶对
脑细胞具有保护作用，可激活神经元和神经胶质细胞上的凝血酶受体，阻止细胞凋
亡，但稍大剂量的凝血酶对脑细胞具有损伤作用。脑出血后最初的脑损伤和水肿表
现为血流下降引起的代谢紊乱，这是由血肿中弥散入脑的凝血酶引起的，而代谢紊
乱导致了脑组织缺血坏死，甚至在脑血流高于一般脑缺血临界水平时也发生这一改
变。研究者们认为，早期的脑水肿是直接细胞毒性作用所致。这种毒性作用可能通
过细胞毒性受体或被凝血酶激活的酶原传递的，通过轴突、树突引起其他神经元和
神经细胞突起回缩，造成细胞损伤[20]。凝血酶对脑细胞的毒性损伤作用，还可导
致脑细胞的电生理异常。
6 小结
尽管近年来对脑出血病理生理机制的研究揭示了脑出血对脑损害的病理过程，明显
改善了脑出血的治疗现状，但脑出血的病理生理机制十分复杂，对它的认识有待进
一步深入。
参 考 文 献
1 Brott T, Broderick J, Kothari R, et al. Early hemorrhage growth in pa
tients with intracerebral hemorrhage. Stroke, 1997, 28(1): 1-5.
2 Wijdicks EF, Fulgham JR. Acute fatal deterioration in putaminal hemor
rhage. Stroke, 1995, 26(10): 1953-1955.
3 Kingman TA, Mendelow AD, Graham DE, et al. Experimental intracerebral
hemorrhage mass description of model, intracranial pressure changes an
d neuropathology. J Neuropathol Exp Neurol,1998, 47(2): 118-137.
4 Lee KR, Betz AL, Keep RF, et al. Intracerebral infusion of thrombin a
s a cause of brain edema. J Neurosurg, 1995, 83(6): 1045-1050.
5 Lee KR, Colon GP, Betz AL, et al. Edema from intracerebral hemorrhage
: the role of thrombin. J Neurosurg, 1996, 84(1): 91-96.
6 Lee KR, Kawai N, Kim S, et al. Mechanisms of edema formation after in
tracerebral hemorrhage: effects of thrombin on cerebral blood flow, blo
od-brain barrier permeability, and cell survival in a rat model. J Neur
osurg, 1997, 86(2): 272-278.
7 Vaughan PJ, Pike CJ, Cotman CW, et al. Thrombin receptor activation p
rotects neurons and astrocytes from cell death produced by environmenta
l insults. J Neurosci, 1995, 15(7 Pt 2): 5389-5401.
8 Xi G, Keep R F, Hua Y, et al. Attenuation of thrombin-induced brain e
dema by cerebral thrombin preconditioning. Stroke, 1999 , 30(6): 1247-1
255.
9 Xi G, Wagner KR, Keep RF, et al. Role of blood clot formation on earl
y edema development after experimental intracerebral hemorrhage. Stroke
, 1998, 29(12): 2580-2586.
10 Xi G, Keep RF, Hoff JT. Erythrocytes and delayed brain edema formati
on following intracerebral hemorrhage in rats. J Neurosurg, 1998, 89(6)
: 991-996.
11 Wagner KR, Xi G, Hua Y, et al. Lobar intracerebral hemorrhage model
in pigs: rapid edema development in perihematomal white matter. Stroke,
1996, 27(3): 490-497.
12 Winking M, Deinsberger W, Joedicke A, et al. Cysteinyl-leukotriene l
evels in intracerebral hemorrhage: an edema-promoting factor? Cerebrova
sc Dis, 1998, 8(6): 318-326.
13 Mayer SA, Lignelli A, Fink ME, et al. Perilesional blood flow and
edema formation in acute intracerebral hemorrhage: a SPECT study. Str
oke, 1998, 29(9): 1791-1798.
14 Yang GY, Betz AL, Chenevert TL, et al. Experimental intracerebral he
morrhage: relationship between brain edema, blood flow, and blood-brain
barrier permeability in rats. J Neurosurg, 1994, 81(1): 93-102.
15 Tatakis DN. Blood coagulation factors in periodontal pathophysiology
: a review with emphasis on the role of thrombin. Semin Thromb Hemost,
1992, 18(1): 28-33.
16 Belloni PN, Carney DH, Nicolson GL. Organ-derived microvessel endoth
elial cells exhibit differential responsiveness to thrombin and other g
rowth factors. Microvasc Res, 1992, 43(1): 20-45.
17 Weinstein JR, Gold SJ, Cunningham DD, et al. Cellular localization o
f thrombin receptor mRNA in rat brain: expression by mesencephalic dopa
minergic neurons and codistribution with prothrombin mRNA. J Neurosci,
1995, 15(4): 2906-2919.
18 Matz PG, Weinstein PR, Sharp FR. Heme oxygenase-1 and heat shock pro
tein 70 induction in glia and neurons throughout rat brain after experi
mental intracerebral hemorrhage. Neurosurgery, 1997, 40(1): 152-162.
19 Vaughan PJ, Pike CJ, Cotman CW, et al. Thrombin receptor activation
protects neurons and astrocytes from cell death produced by environment
al insults. J Neurosci, 1995, 15(7 Pt 2): 5389-5401.
20 Vaughan PJ, Cunningham DD. Regulation of protease nexin-1 synthesis
and secretion in cultured brain cells by injury-related factors. J Biol
Chem, 1993, 268(5): 3720-3727.
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